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VIRUS DU TILAPIA LACUSTRE (TiLV) — UN NOUVEAU VIRUS PROCHE DES ORTHOMYXOVIRUS

  1. AGENT CAUSATIF

 1.1. Type d’agent pathogène Virus.

 1.2. Nom de la maladie et synonymes

Maladie virale du tilapia lacustre (TiLV).

1.3. Noms vernaculaires de l’agent pathogène et synonymes Virus du tilapia lacustre (TiLV).

1.4. Affiliation taxonomique

Bien que son affiliation taxonomique n’ait pas été déterminée avec certitude, le TiLV a été décrit comme un nouveau virus appartenant à la famille des Orthomyxoviridae (Eyngor et al., 2014).

 1.5. Autorité (première description scientifique, référence)

Le virus a été décrit pour la première fois par Eyngor et al. (2014).

 1.6. Environnement de l’agent pathogène (eau douce, eau saumâtre ou eau de mer)

Eau douce et eau saumâtre.

  1. MODES DE TRANSMISSION

2.1. Modes de transmission (horizontale, verticale, indirecte)

Des études de cohabitation entre animaux sains et malades ont démontré que la transmission horizontale directe était un mode important de transmission. Il n’y a aucune preuve d’une transmission verticale. Les caractéristiques biophysiques du virus n’étant pas encore suffisamment connues, il est difficile de déterminer l’importance de la transmission indirecte par les matériels contaminés.

 2.2. Réservoir

Les seuls réservoirs établis de l’infection sont les populations de poissons, qu’ils soient d’élevages ou sauvages. La source originelle du TiLV n’est pas connue.

 2.3 Les facteurs de risque (température, salinité, etc.)

La maladie a été observée suite aux transferts d’animaux entre bassins et, par conséquent, pourrait être associée au stress (Ferguson et al., 2014 et Dong et al., 2017). Aucun autre facteur de risque potentiel (température, salinité, etc.) n’a pu être identifié.

  1. ESPÈCES HÔTES

3.1. Espèces sensibles

Les mortalités attribuées au TiLV ont été observées chez le tilapia sauvage Sarotherodon (Tilapia) galilaeus, le tilapia d’élevage Oreochromis niloticus et l’hybride commercial de tilapia (issu du croisement Oreochromis niloticus X Oreochromis aureus)). À ce jour, seuls les tilapias se sont montrés sensibles à la maladie. Il est toutefois possible que d’autres espèces le soient également.

3.2. Stades de développement de l’hôte affectés par la maladie

Dans les foyers décrits par Ferguson et al. (2014) et Dong et al., 2017, la maladie a surtout été observée chez les alevins. Dong et al. ont rapporté une mortalité approximative de 90 % chez les alevins de tilapia rouges dans le mois ayant suivi le stockage en cages. Fathi et al. (2017) ont observé une mortalité légèrement supérieure à 9 % chez les tilapia du Nil de taille moyenne à grande (2017). Les autres publications sur la maladie ne comportent aucune description des différents niveaux de mortalité observés pour chacun des stades de développement des poissons (Eyngor et al., 2014).

 3.3. Commentaires additionnels

Il y a des éléments indiquant que certaines souches de tilapia sont résistantes. Ferguson et al. (2014) ont noté qu’une souche de tilapia (sexe génétique des tilapias : mâle) avait subi des niveaux de mortalité significativement plus bas (10 – 20 % de mortalité) que ceux observés chez d’autres souches.

  1. DISTRIBUTION GÉOGRAPHIQUE

La présence du TiLV a été signalée en Colombie, en Équateur, et, plus récemment, en Égypte, en Thaïlande, en Inde, en Malaisie et aux Philippines (OIE, 2017). Toutefois, en raison d’investigations peu poussées de l’ensemble des épisodes de mortalités, il est possible que la distribution géographique du TiLV soit plus large que celle estimée à l’heure actuelle. Par exemple, des épisodes de mortalités de tilapia signalés au Ghana et en Zambie en 2016 n’ont pas été attribués au virus mais les informations disponibles n’indiquent pas si la présence du virus a été recherchée. Un génome partiel originaire de Thaïlande a révélé une variation relativement élevée par rapport aux souches originaires d’Israël (97 % d’identité nucléotidique).

  1. SIGNES CLINIQUES ET DESCRIPTION DE CAS

 5.1. Tissus et organes infectés chez l’hôte

Les yeux, le cerveau et le foie sont les principaux organes affectés par la maladie.

 5.2. Observations et lésions macroscopiques

Les lésions macroscopiques incluent des modifications de l’œil, notamment l’opacité du cristallin et, dans les cas les plus avancés, la rupture capsulaire du cristallin. Parmi les autres lésions observées figurent des érosions cutanées, des hémorragies des leptoméninges et une congestion de la rate.

5.3. Lésions microscopiques et anomalies tissulaires

À l’examen histologique, des lésions ont été observées dans le cerveau, les yeux et le foie (Eyngor et al., 2014). Les lésions cérébrales incluaient de l’œdème, des hémorragies focales dans les leptoméninges, une congestion des vaisseaux capillaires présents dans la substance grise et la substance blanche ainsi qu’une dégénérescence neurale. Des foyers de gliose et une infiltration lymphocytaire en manchons périvasculaires ont été décrits. Les lésions oculaires incluaient une rupture capsulaire du cristallin et des modifications engendrées par la cataracte. Des foyers d’hépatomégalie ont été observés. Une hyperplasie splénique associée à une prolifération des lymphocytes a été identifiée. En outre, le nombre et la taille des centres mélanomacrophages (CMM) étaient augmentés dans le foie et la rate. La présence d’un virus proche des orthomyxovirus dans les hépatocytes anormaux a été confirmée par microscopie électronique à transmission, corroborant ainsi les descriptions d’hépatite syncytiale figurant dans les premiers signalements de la maladie.

5.4. Statut de la maladie au regard de la Liste de l’OIE

L’infection par le TiLV est en cours d’évaluation en vue de sa possible inclusion dans la liste des maladies de l’OIE. Toutefois, à ce jour, cette maladie ne satisfait pas à l’ensemble des critères d’inclusion dans la Liste de l’OIE figurant au chapitre 1.2. du Code sanitaire pour les animaux aquatiques (OIE, édition 2016).

  1. IMPORTANCE ÉCONOMIQUE ET SOCIALE

Les tilapinés, qui comprennent plus de 100 espèces, sont le second groupe le plus important de poissons d’élevage au monde après celui des carpes. La production mondiale est estimée à 4,5 millions de tonnes pour une valeur de 7,5 milliards de dollars US (FAO, 2014). Dans certaines régions, ces espèces jouent un rôle écologique important (maîtrise de la prolifération des algues et des moustiques et entretien de l’habitat des crevettes d’élevage). Elles sont également des espèces de premier plan pour la pêche. Il a été montré que l’apparition du virus avait causé des mortalités importantes (jusqu’à 90 %), ce qui a eu pour conséquences des pertes économiques sévères pour les aquaculteurs et les pêcheurs.

  1. IMPORTANCE ZOONOTIQUE

Aucune.

  1. MÉTHODES DE DIAGNOSTIC

 8.1. Définition d’un cas suspect

Des niveaux de mortalité élevés chez les espèces de tilapinés, associés à la présence d’atteintes oculaires (opacité du cristallin ou tableau clinique plus sévère) doivent amener à suspecter un cas d’infection par le TiLV. La présence d’érosions cutanées, d’hémorragies des leptoméninges et d’une congestion splénique et rénale modérée peut être observée lors de l’examen post mortem.

 8.2. Tests de présomption

Le TiLV peut être mis en culture sur une lignée cellulaire primaire de cerveau de tilapia ou sur une lignée cellulaire E-11 ; elle y induit un effet cytopathique en trois à dix jours. Tsofack et al. (2016) décrivent les conditions optimales nécessaires à la culture du TiLV.

8.3. Tests de confirmation

Un ensemble d’amorces PCR a été conçu et une méthode de RT-PCR a été développée. Toutefois, ce test n’a pas encore été totalement validé. Une méthode de RT-PCR emboîtée, beaucoup plus sensible, a fait l’objet d’une publication et s’avère adaptée pour la détection du TiLV chez des cas cliniques. Plus récemment, une méthode de RT-PCR semi-nichée présentant une meilleure sensibilité analytique (7,5 copies du génome viral par réaction) a fait l’objet d’une publication. Un test PCR en temps réel reposant sur l’utilisation du réactif SYBR et dont la sensibilité analytique est de deux copies de plasmide, a également fait l’objet d’une publication. L’ensemble des tests moléculaires sont en attente de validation.

  1. MÉTHODES DE CONTRÔLE

La mise en place de restrictions des mouvements de tilapinés vivants, provenant d’élevages ou des pêches, dans les aires où il est reconnu que le virus est présent, limitera la propagation de la maladie. Des mesures générales de sécurité biologique (par exemple, le nettoyage et la désinfection) afin de réduire la propagation de la maladie par les matériels contaminés, tels que l’équipement, les véhicules ou le personnel, doivent également être mises en œuvre. À ce jour, aucune méthode efficace pour limiter l’impact d’un foyer de la maladie dans une ferme aquacole n’a été publiée. Il a été suggéré que la sélection de poissons résistants ou la mise au point d’un vaccin pourrait offrir de nouvelles perspectives à long terme pour la gestion de la maladie. Un programme de reproduction devrait permettre de sélectionner et tester un large nombre de souches de tilapia, pour ne conserver que les plus résistants à la maladie.

  1. RISQUE DE TRANSMISSION

Comme le TiLV a été transmis de façon horizontale lors d’études de cohabitation, il est probable que la transmission de la maladie se produise lors des mouvements d’animaux aquatiques vivants. Les informations sur les propriétés biophysiques du TiLV et sur les risques que présentent les produits issus d’animaux aquatiques sont limités. Cependant, il peut être supposé que le TiLV possède les caractéristiques des autres orthomyxovirus aquatiques, tel que le virus de l’anémie infectieuse du saumon. Les données actuelles suggèrent que les yeux, le cerveau et le foie sont les organes contenant probablement les concentrations les plus élevées en TiLV. Par conséquent, il est probable que les déchets animaux solides et liquides soient contaminés. Toutefois, il n’est pas exclu que l’agent pathogène puisse également être détecté dans la musculature des poissons infectés. Le TiLV a été détecté par RT-PCR en temps réel. Le virus a été isolé dans le mucus mais pas dans les fèces.

Source : Organisation Mondiale de la Santé Animale, Février  2018.

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